Canulación de ratas en 12 sencillos pasos

*ACTUALIZACIÓN (junio 2009): La verdad es que, cuando escribí este post, lo hice con fines puramente recreativos. Por alguna razón, a tres años de distancia, es ésta una de las entradas más vistas de mi blog. A menos que haya un brote reciente de viviseccionistas aficionados, no me imagino a quién fuera del mundillo de la investigación en Neurociencias le pueda interesar esta información. Pero, si va a ser esta página referencia medianamente seria para alguien, por lo menos que sea un poco (poquito) más útil la información. He añadido algunas precisiones por aquí y por allá.*


Paso #1
. Consígase una rata, cepa Wistar de preferencia, de aprox. 180-220 gr de peso.
Actualización: la cepa es relativamente irrelevante. Puede ser lo mismo Wistar que Sprague-Dawley, por ejemplo. Eso sólo adquiere relevancia dependiendo del estudio que se quiera llevar a cabo.


Paso #2. Inyéctese intraperitonealmente en dicha rata un coctel de 0.25 ml de ketamina con 0.25 ml de xilazyna y esperése hasta la completa atonía muscular.
Actualización: Hay varios cocteles anestésicos que pueden ser usados. Generalmente se emplea un anestésico (ketamina) y un relajante muscular (xilazyna). También, por ejemplo, se puede usar halotano nebulizado, o pentobarbital rebajado con salina (el grado de dilución varía) administrado intraperitonalmente.

Paso #3. Colóquese al animal en un aparato estereotáxico, cuidando de insertar firmemente los lápices del aparato en los canales auditivos de la rata, pero sin dañar el oído medio.




Paso #4. Inyéctese subcutáneamente en la cabeza de la rata aprox. 0.30 ml de xilocaína (puede ser usada a discreción). Actualización: La xilocaína tiene dos componentes, que sirven para dos propósitos importantes: lidocaína para insensibilizar más el área, y epinefrina (que es un vasoconstrictor) para controlar el sangrado. Si bien el uso de la xilocaína es útil, no es esencial y puede ser omitido.

Paso #5. Tómese un bisturí (hojas del no. 15 funcionan bien) y córtese la piel sobre el cráneo, practicando una herida de unos 5 cms.

Paso #6. Límpiese bien el cráneo; las suturas craneales han de ser perfectamente visibles. Puede usarse peróxido de hidrógeno.

Paso #7. Con el brazo del aparato estereotáxico, tómense las coordenadas del punto conocido como bregma (sitio de unión de las suturas sagital y coronal), y determínese la ubicación de la estructura cerebral deseada (el atlas estereotáxico de Paxinos et al. es de suma ayuda). Actualización: Este es el punto medular de la cirugía estereotáxica. Generalmente los aparatos estereotáxicos vienen graduados en milímetros en los tres ejes espaciales. El medir el punto bregma es para tener un punto de partida, desde donde se trata de atinarle a la región cerebral de interés (hay que recordar que se entra en la bóveda craneana a ciegas). Es precisamente para la ubicación anatómica para lo que sirve el atlas de Paxinos y Watson (el más usado actualmente). Este atlas tiene información precisa sobre a qué distancia (en milímetros, en los tres ejes) desde bregma y desde lambda (unión entre los huesos parietales y el occipital) se encuentra una estructura cerebral determinada. Sus estimaciones se basan en observaciones histológicas cuidadosamente realizadas en varias ratas de un rango determinado de peso corporal (detalles todos ellos asentados en la primera sección de la publicación).

Paso #8. Con el mismo brazo del aparato, detremínense los sitios de perforación. Tómese un taladro del tipo Moto-Tool, y practíquense los orificios necesarios, a saber: 2 para los tornillos, 1 para cada cánula. Actualización: En realidad las trepanaciones necesarias se pueden hacer con otros instrumentos. Incluso existen trépanos manuales que consisten sólo en un manguillo que soporta una pequeñísima broca.

Paso #9. Insértense los 2 tornillos que sostendrán la preparación en su lugar, cuidando no insertarlos en el cráneo hasta la cabeza (de los tornillos), para evitar dañar la corteza cerebral.




Paso #10
. Insértense las cánulas en su sitio, una a la vez (a menos que se cuente con un aparato estereotáxico de 2 brazos) (Actualización: También existen unos dispositivos llamados holders que permiten sujetar de un mismo brazo dos cánulas a la vez). Mientras se sostiene la cánula con el inyector anclado al brazo del aparato, aplíquese acrilico dental, y solvente para solidificarlo. No retirar el brazo hasta que el acrílico se haya endurecido completamemte.

Paso #11
. Cubrir el área del cráneo que aún está expuesta con acrilico dental. Una vez endurecido, limpiar la herida. Se recomienda peróxido de hidrógeno y tintura de yodo para tal efecto. También se pueden usar ungüentos antibióticos.

Paso #12
. Verificar la extensión del corte practicado. Si éste es mucho mayor a la preparación hecha con el acrílico, se deberán usar suturas para reducir su tamaño (dado que la herida cicatrizará alrededor de la preparación, cubriendo el cráneo por completo). Actualización, pasos 11 y 12: Los mejores implantes (en términos de durabilidad y resistencia a infecciones) se logran cuando el tamaño total del implante, es decir, la cantidad de acrílico usado, se reduce al mínimo. Así, se garantiza menor riesgo de infecciones post-operatorias al reducir la exposición del organismo a un agente extraño como es el mismo implante. Toda aquella superficie de cráneo que no cubra el implante debe ser cubierta con la misma piel del animal, suturándola par tal efecto. Se recomienda el uso de antibiótico tópico y sistémico (bencilpenicilina intramuscular en este último caso, por ejemplo)

Nota: Ud. nunca sabrá si las canulas implantadas fueron bien colocadas... hasta que su rata haya muerto :). Para tal fin es necesario extraer el cerebro de la rata muerta y cortarlo en secciones coronales (se recomiendan de 40 micras de espesor), teñir en el tejido los cuerpos neuronales, y analizar el trazo de la canula en el tejido bajo el microscopio. Actualización: Las secciones coronales del cerebro de la rata muerta se suelen teñir con violeta de cresilo. Esta tinción marca sustancia de Nissl (retículo endoplásmico rugoso y ribosomas adosados), por lo que carece de selectividad en cuanto a tipos de células marcados. En otras palabras, esta tinción no distingue neuronas de glía, por ejemplo, pero da un buen panorama de la ubicación y extensión de la lesión producida por la inserción de las cánulas.

¡Listo! ¡Su rata está lista para participar en su experimento de neurofarmacología!
¡Felices cirugías estereotáxicas!


DSS

Comentarios

FWE_122476=0.33809498380205627 dijo…
HAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAA!!!!!!!!!!!!!!!
ESTA BIEN LOCO!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!!
Edgar dijo…
El paso 1 fue sencillo. En el paso 2 empecé a tener problemas despues de inyectarme el coktelito y a partir de ese momento necesité asistencia. Para el paso 3 me pusieron en el aparato estereotáxico sin problemas. Para el paso 4 me inyecté en la rata junto con la xilocaina. Para el paso 5 me tomé el bisturí y eso me destrozó la garganta la garganta.Después me corté la piel del craneo. Con los paso 6 y 7 no hubo pedo. Para el paso 8 no conseguimos el moto tool asi que usamos un Black & Decker para perforar concreto, pero los orificios se hicieron. Para el paso 9 mis asistentes y yo nos insertamos los tornillos sin dañar la corteza cerebral. En el paso 10 nos insertamos las canulas y nos aplicamos el acrilico. En el paso 11 no hubo pedo. El peroxido funciono bien. Finalmente checamos la extensión del corte y resulto estar bien. Estubo bien bueno.
Pikgu dijo…
Jamás suben a la rata a una ruedita giratoria. Inhumanos